Die Interaktion zwischen Krebs und dem Immunsystem des Wirts findet hauptsächlich im reaktiven Gewebe der um Tumoren herumgelegenen Stroma statt, einer Region, die als Tumor-Immunschutzmilieu (TIME) bezeichnet wird. Die bahnbrechende klinische Anwendung von Immuncheckpoint-Inhibitoren, insbesondere gezielte Therapien gegen das Programmed Death Protein 1 (PD-1, ein T-Zell-Co-Inhibitor-Rezeptor) und das Programmed Death Ligand 1 (PD-L1, auch bekannt als B7-H1/CD274), hat nicht nur die Krebsimmuntherapie in eine neue Ära geführt, sondern macht auch die funktionelle Analyse des TIME zu einem zentralen Thema sowohl in der Forschung als auch im klinischen Bereich. Die genaue Charakterisierung der zellulären Zusammensetzung des TIME, seiner funktionellen Zustände und seiner molekularen Interaktionsnetzwerke ist eine entscheidende Voraussetzung für die Identifizierung prädiktiver Biomarkern für die Immuntherapierempfiehlung. Darüber hinaus können die tiefgehende Aufklärung der pro-Krebs- und anti-Krebs-Mechanismen verschiedener Immunzellen im TIME sowie deren dynamische Zusammenbindungen mit Tumorzellen eine wichtige Grundlage für die Entwicklung neuer immuntherapeutischer Strategien bieten. Allerdings stellt die hohe Heterogenität des TIME und die Herausforderung bei der Detektion von im Gewebe seltener Immunkomponenten ernsthafte Schwierigkeiten dar, was dringend hochentwickelte, multiplex-zielgerichtete in-situ-Detektionswerkzeuge erfordert, um dieses Dilemma zu überwinden.

Die Forkhead-Signalweg-Familie ist eine konservierte, evolutionär alte molekulare Netzwerkstruktur, die auf den Forkhead-box-Transkriptionsfaktoren basiert. Diese Proteinfamilie weist eine hochkonservierte DNA-Bindungsdomäne mit etwa 100 Aminosäuren auf, die eine sequenzspezifische Bindung an die Promotoren der Zielgene eingehandelt.

Ferroptosis wird als eine Art des Stoffwechsels zellulärer Tod betrachtet. Die biochemischen Mechanismen der ferroptosis umfassen eine komplexe Wechselwirkung zwischen oxidativem Stress, Lipidmetabolismus und Eisenhaushalt, die zur Peroxidation von Phospholipiden mit Polyunsättigungsfatty Acids (PUFA) führt. Dadurch entstehen Phospholipidperoxidradikale.

Im Bereich der in situ-Proteindetektion in Geweben werden Immunhistochemie (IHC), konventionelle Immunfluoreszenz (IF) und multiplexe Immunfluoreszenz (TSA) als drei am weitesten verbreitete Technologien eingesetzt. Alle drei basieren auf der spezifischen Bindung von Antigen und Antiglobulin, unterscheiden sich jedoch grundlegend in Bezug auf die Durchsatzfähigkeit bei der Detektion, die Empfindlichkeit sowie die räumliche Auflösungskapazität. Diese Faktoren bestimmen direkt den Anwendungsbereich der jeweiligen Technologien in wissenschaftlichen Forschungen und klinischen Situationen. Dieser Artikel analysiert systematisch die Unterschiede zwischen den drei Technologien aus drei Perspektiven: technischer Kern, Schlüsselleistung und anzuwendende Szenarien, und liefert präzise Referenzen für die experimentelle Gestaltung und die Auswahl der richtigen Technologie.

DSBs werden entweder durch eine Endverbindungsmechanismen oder durch homologe Rekombination (HR) repariert.

Unser TSA-Kit umfasst eine Vielzahl von Produktkomponenten, einschließlich TSA-markierter Fluoreszenzmittel, TSA-Dilutionsbuffer, 3% H₂O₂, Blocklösung, Primärantikörperdilutionsbuffer, Antikörperelutionbuffer, HRP-Ziegen-anti-Kaninchen/Maus-IgG, DAPI-Färbungslösung und Anti-Fluoreszenz-Qualmier-Montagemittel. Dies bietet den Nutzern eine umfassende Lösung für Experimente und erhöht die Experimentierbequemlichkeit erheblich.

Die Tyramide Signal Amplification (TSA) Technologie ist eine hochsensible in-situ-Detektionstechnik, die auf enzymatischen katalytischen Reaktionen basiert. Ihr Kernschutzmechanismus nutzt die hocheffiziente katalytische Aktivität der Hundspinnenglykophilperoxidase (HRP), um spezifisch und dicht zielgerichtete Proteine oder Nukleinsäuremoleküle in den Proben zu markieren. Als Schlüsselmethode zur Überwindung des Sensitivitätsengpasses traditioneller Detektionstechnologien kann die TSA Technologie durch ihren einzigartigen Signalamplifikationseffekt die Intensität der fluoreszenzsignalen von Zielen in verschiedenen Kernanwendungsfällen wie Immunocytochroanalyse (ICC), Immunohistochroanalyse (IHC) und in-situ-Hybridisierung (FISH) erheblich steigern. Im Vergleich zu traditionellen Detektionstechniken kann diese Technologie niedrige Anteile von Zielen effektiv erfassen – einschließlich funktionell exprimierter Proteine, seltene Zelloberflächenmarkern, Nukleinsäurefragmente mit geringer Kopienzahl und andere Zielmoleküle, die mit traditionellen Methoden schwer zu detektieren sind. Dadurch werden präzisere und umfassendere Detektionlösungen für die Lebenswissenschaftenforschung und klinische Diagnostik bereitgestellt, was auf verschiedene Probenarten wie Paraffilstücke, gefrorene Gewebe, Zellproben und Organoiden übertragen werden kann.

Die Einführung der Tyramide Signal Amplification (TSA) Technologie hat eine effiziente Signalverstärkungslösung für die Fluoreszenzmultiplikationsfärbung bereitgestellt und viele Einschränkungen traditioneller Technologien überwunden. Der Kernprinzip der Technologie besteht darin, dass das Primärantikörper spezifisch an das Ziel bindet und anschließend das Sekundärantikörper, das mit Schmerzaromatase (HRP) konjugiert ist, am Primärantikörper bindet. Dabei werden tyramidische Moleküle mit Fluoreszenzmolekülen in das Reaktionssystem eingeführt. Unter der Bedingung von HRP-katalysierter Wasserstoffperoxidreaktion erzeugen fluoreszent markierte Tyramidsalze kovalent bindende Stellen, wodurch eine Vielzahl enzymatischer Reaktionen ausgelöst werden. Die Reaktionsprodukte können an umgebende Proteine binden (wie Proteine, die Tryptophan-, Histidin- und Tyrosinreste enthalten), wodurch eine große Menge an Fluoreszenzmolekülen am Antigend-Antikörper-Bindungsort anhält. Dadurch wird die Signalstärke um zehnmal erhöht, sodass sogar weniger vorhandene Ziele genau erkannt werden können.

Antikörperaufbereitung ist ein Prozess, der auf den biologischen Eigenschaften von Antikörpern basiert – wie dem Elektrischen Ladungsgrad, der Größe und der Hydrophobität der Antikörpermoleküle – um geeignete Methoden zu wählen und zielgerichtete Antikörper aus komplexen Mischungen durch mehrstufige chromatografische Verfahren zu isolieren.

Bei der Herstellung von Monoklonalen Antikörpern gibt es zwei Screening-Verfahren. Das erste ist das Selektieren von Hybridozyten, und das zweite ist das weitere Auswählen solcher Hybridozyten, die spezifische Antikörper produzieren.